扫描电子显微镜生物样品制备技术

　　无论是透射电镜或是扫描电镜，样品均处于电镜镜筒的真空之中。而大多数的生物样品都是柔软而且含大量水分的。因此，也和透射电镜的样品一样，在进行扫描电镜观察前，必须对生物样品作相应的处理。

　　扫描电镜的功能很多，不同的功能对样品的要求不同。例如二次电子像与背散射电子像和吸收电子像对样品的要求基本相同，而与X射线微区分析对样品的要求相差较远。我们首先介绍二次电子像的生物样品制备技术。此外，由于样品的性质不同，其处理方法和程序也有不同。主要分两大类，一类为含水量少的硬组织，如毛发、牙齿及植物的花粉、孢子、种子等。此类样品一般含硅质、钙质，角质，砝琅质和纤维素等成份，所以通常只经过表面清洁、装台(粘胶)、导电处理等简单过程即可进行观察。如要观察其断面或内部结构时，经断裂、解剖或酶消化、蚀刻等再装台、镀膜处理，即可进行观察拍照。另-类为含水分较多的软组织，如大多数的动植物器官、组织及细菌等均属此类。对于此类样品，在金属镀膜前，一般都需经过固定、脱水、干燥等处理，如不经处理或处理不当，就会造成样品损伤和变形，出现各种假像，因此对每一处理步骤都应给予重视。

　　但是，不管是那一类样品的制备，都应达到以下要求：

　　尽可能保持样品活体时的形貌和结构，以便如实地反映样品本来面目。

　　在样品的干燥过程尽可能减少样品变形。

　　样品表面应有良好导电性能和二次电子发射率，以防止和减少样品的荷电效应。

　　样品的前期处理

　　扫描电镜样品的前期处理主要包括表面清洁、固定、漂洗和脱水等过程。而每一过程的处理方法基本上都是沿用透射电镜样品的处理方法的，所以，这里不一一再作详述。但是，由于两种电镜观察的要求不同，因此，在处理中也有不同之处：

　　透射电镜主要研究样品的内部结构要求内部结构保存好，因而样品宜尽可能小使固定液能迅时渗入固定。扫描电镜观察表面形貌，而且为了操作方便选取较大样品。一般在8～10mm2左右，高度可达5mm。

　　扫描电镜要求完整且清洁表面，但是在许多样品的表面常附有粘液、血液、组织液及灰尘等杂物，妨碍着观察，以致造成对图像的错误解释，所以，在固定前都必须特别做好表面的清洁工作。

　　以下简介前期处理方法：

　　清洁'：对样品的清洁可根据不同的样品采用不同的方法，其中常用的方法有:

　　表面正常干燥的样品如叶、花瓣、茎等蜡叶标本，可用吹气球或用除尘器吹净，也可用软毛笔轻扫等方法除去表面的灰尘和其它杂物，但需注意不要损伤样品，吹风和清扫的力量取决于样品的硬度和污染的程度。

　　一般动植物组织，可用蒸馏水、生理盐水或缓冲液漂洗或冲洗。至于采用何种清洁液清洗，要视组织本身对清洗液渗透压变化的敏感程度而定，如用缓冲液清洗时，应与配制固定液的缓冲液一致，否则会因性质不同而产生化学反应从而影响固定效果。

　　对有油脂分泌物和蜡质覆盖层的样品如毛发、蚧虫等，应采用有机溶剂反复浸洗。

　　对一些附有粘液的组织可采用酶解法或其它试剂处理来清洗，如一般组织可用木瓜蛋白酶和淀粉酶清洗;肠粘膜可用糜蛋白酶清洗;用胰蛋白酶可分离和清洗胃粘膜的细胞。有些组织也可用试剂进行清洗，如要分离神经细胞可用稀释的乙二胺四醋酸处理，用甘油和稀释的乙醇延长浸渍时间可以从分泌乳腺中除去乳汁等。

　　对微小的样品要用离心法或放在用镍过滤网制的小容器中清洗。

　　对于特殊的样品还须用特殊的方法进行清洗。

　　固定: 样品的固定、漂洗和脱水等处理所用的试剂和方法基本上与透射电镜的样品相同，但由于扫描电镜观察的是样品的表面，主要是要求保持样品表面的原貌，因此，在固定、漂洗和脱水过程也与透射电镜样品处理有不同之处。

　　除采用戊二醛、四氧化锇、高锰酸钾等固定液进行固定外，还可采用下列几种固定液：

　　Sjodstrand固定液：

　　A液：氯化钠40.3g+氯化钾2.1g+钙0.9g+双蒸镏水500ml

　　B液：醋酸钠9.714g+凡罗那钠(Veronal)14.74g+双蒸馏水500m1

　　使用时吸取A液10ml，B液3.4ml，再加0/1mol/L盐酸11ml和锇酸05g+50ml蒸馏水

　　Dalton氏固定液：

　　此种固定液为4%重铬酸钾(pH7.2)与3.4%氯化钠等量混和后，再与2%四氧化锇等量混使即得。

　　这种固定液无沉渣，对样品损伤少。

　　在能保持样品不变形的前提下，不少样品(特别是植物样品)采用戊二醛单固定即可。

　　为了加强固定效果，还可将几种不同的固定液配合使用，进行双固定或多次固定(尤其是动物样品);如用用戊二醛作前固定，用锇酸作后固定。

　　脱水：脱水剂常用乙醇和丙酮。丙酮能使組织块变硬，是它的优点。

　　样品的干燥

　　生物样品的制备中，干燥是最关键的步骤。干燥过程除引起样品收缩之外，水的表面张力会使样品表面形貌发生很大的变化，这对扫描电镜的表面形貌观察特别有害。在透射电镜的样品制备中用乙醇脱水，是为了包埋剂的渗透(因水不与包埋剂互溶，而乙醇则能互溶)。而在扫描电镜的样品制备中，脱水是用表面张力小的乙醇取代表面张力很大的水，从而使干燥过程对样品表面产生的影响较少。然后就是如何设法使样品表面不受或少受表面张力影响的条件下除去乙醇，这就是干燥。目前常用的干燥方法主要有空气干燥法、临界点干燥法、冰冻干燥法、真空干燥法和莰烯干燥法等。

　　空气干燥法

　　空气干燥法又称自然干燥法，就是将经过脱水的样品，让其暴露在空气中使脱水剂逐渐挥发干燥。此法的最大优点是简单易行和节省时间，它的致命缺点是在干燥过程中，组织会因脱水剂挥发时表面张力的作用而产生收缩变形。因此，此种方法一般只适用于外壳(表面)较为坚硬的样品。

　　在采用空气干燥时，为了减少样品的收缩变形，除使用易挥发和表面张力小的脱水剂如乙醇、丙酮等外，还应使样品得到充分固定，特别是须经四氧化锇固定效果才较好。因为它会使组织变得较为坚硬，使收缩变形减少。

　　然而，空气干燥引起的收缩并非完全不利，有时可以通过收缩使细胞之间相互剥离，从而能清楚地观察到一个个单独存在的细胞及其表面结构。此外，还可通过细胞成份在干燥时的收缩，观察到细胞内的线粒体、细胞核等成份的存在。但这种机会很少，而且因收缩带来的不利是主要的，所以，目前很少采用。

　　临界点干燥法

　　临界点干燥法是一种消除了物相界面(液相/气相)，也就是消除了表面张力来源的干燥方法。这种方法由于没有表面张力的影响，所以样品不易收缩和损伤，此法所用的仪器结构不甚复杂，操作较为方便，所用的时间也不算长，一般约2h左右即可完成，所以，是最为常用的方法。

　　物质的临界点是1822年由Charles cagridde La Tour发现的。他将不同的液体分别装进玻璃试管并密封起来，然后一边转动一边加热，这时，他发现随着温度的升高，试管内的液相和气相之间的弯月面开始变得模糊起来，只有在试管冷却之后，弯月面才又重新出现。每种液体都存在某一温度，在这一温度时，液相的弯月面完全消失。

　　那么，弯月面的消失意味着什么呢?它意味着液相和气相之间的界面没有了，之所以出现这种现象，是因为在密封的容器里，液体受热膨胀，而气体本身被压缩，最后在某一特定的温度和压力下，液体由于膨胀，气体由于被压缩而使两者的密度相同，因而相互混合成一种均一的流体，原先存在它们之间的弯月面(即液面)就消失了，表面张力也自然消失了。因此，所谓临界点，就是指使物质的气态和液态两相之间达到相同密度，成为均一流体状态时的温度和压力的总称。此时的温度称临界温度;此时的压力称临界压力。

　　不同的物质都有其特定的临界点，一般用于扫描电镜样品临界点干燥的置换剂的临界温度和压力见表10-1。如果在临介点进行干燥，由于表面张力消失就不会造成样品表面的损伤。但进行临界点干燥，需用专用的临界点干燥器。具体处理步骤如下：

　　1.固定脱水 按透射电镜常规制样方法进行。

　　2.纯丙酮置换乙醇 如样品是用乙醇脱水的，在脱水至100%后，用纯丙酮置换15～20min。

　　3.中间液处理 即在用丙酮置换乙醇后,用醋酸异戊酯(乙酸异戊B8)处理15-80min(也可以过夜)置换丙酶。由于醋酸异戊酯与液态二氧化碳能互溶，使液态二氧化碳容易渗入样品中。

　　4.装样 将样品从醋酸异戊酯中挑入(或倒入)样品笼中，用滤纸吸去样品笼外围的醋酸异戊酯，然后连笼移入仪器的样品杯(高压容器)内，盖上盖并拧紧以防漏气。(注：在装样前，应先打开仪器电源，将温度调节设定在0℃处预冷10～15min，以保证液态二氧化碳有足够量进入样品杯中)。

　　5.注入液体二氧化碳 依次打开二氧化碳钢瓶排气阀和仪器的进气阀在0～10℃下，向样品杯注入液体二氧化碳。

　　6.漂洗 当液体二氧化碳充至样品杯容积的50%(通过刻度尺观察，以液面超过样品笼为度)时，关闭仪器进气阀，静置15～20min，让醋酸异戊酯向液态二氧化碳中充分扩散，然后，打开仪器排气流量计阀门和进气阀门，让其边排气边充液10min左右，(让含有醋酸异戊酯的二氧化碳排出和充入新鲜的液态二氧化碳)再关闭排气阀;继续充入液体二氧化碳至样品杯的80%左右，关闭进液阀，停止充液。

　　7.加温置换 将温度调节设定在20℃处经15～20min后，由于温度升高，杯内液体二氧化碳逐渐气化，因此，压力也随之上升至7000Pa左右，样品中的醋酸异戊酯将与二氧化碳充分置换。

　　8.气化 将温度旋钮调至临界温度以上(35～40℃)，此时随着温度升高，样品杯内的压力也逐渐增加，达到二氧化碳的临介点，界面也随之消失。当压力达到7134Pa时，经5min后，即可排气。

　　9.排气 在保持温度不变的条件下(即不关电源)，打开流量计的排气阀门，以1.0～1.51/min的速度排气(速度慢些更好)。约经45～60min后，排气完毕，样品杯的压力下降到零，将温度调节至室温约5rain后，即可取出样品装台镀膜(若不能立即装台，应置于干燥器内保存)。

　　临界点干燥的成败如何;与每一步的操作有很大关系，因此，操作时应注意以下事项：

　　1.在样品放进样品杯前，样品杯应预先冷却至0～10℃，因为温度过高，充入的液体二氧化碳会立即气化膨胀，压力增加，妨碍二氧化碳液体继续进入样品杯。

　　2.样品不宜过湿，但也不能让其表面干涸，应在半干半湿时送入样品杯。因为过湿表明乙酸异戊脂太多会干燥后样品仍含有乙酸异戊脂，影响干燥效果。而过干又会因空气干燥而造成样品己变形，再进行临介点干燥也没有意义了。

　　3.一次加入的样品不宜过多，以免带进过多的中间液，使样品干燥不完全，另外，样品过多使二氧化碳量充入不足而达不到临界点。

　　4.充入液体二氧化碳的量要足。因为充液量不足，达不到临界值，起不到临界点干燥作用，一般充液量应达样品杯容积的2/3左右。

　　5.在加温气化时，实际操作温度应超过临界值，以保证达到充分的临界状态。

　　6."开"、"闭"阀门时，动作要轻缓，尽量防止二氧化碳液对样品产生突然冲击而造成样品损伤。因此，样品笼的上下应垫上一层镜头纸或滤纸。排气速度也应尽量缓慢，一般放气时间应在.4Omin以上，有时也可以放气过夜或过中午。

　　二氧化碳临界点干燥法除用液体二氧化碳外，也有用固体二氧化碳(干冰)作干燥介质的。与液体二氧化碳比较，固体二氧化碳有以下优点:

　　1.有利于微小样品的干燥，例如像玻璃片上的游离细胞，若用液体二氧化碳干燥，由于二氧化碳气体急剧地喷入样品杯内很可能使样品被吹掉，而用固体二氧化碳干燥，则完全没有这种危险。

　　2.不需要用钢瓶，钢瓶很重，搬运麻烦;用固体二氧化碳时，有适当大小的保温瓶(如冰壶)就可以了，因此很方便。

　　3.能保证二氧化碳装满样品室，即使用固体二氧化碳时，每次都能准确地放入足够酌量，而不会像使用液体二氧化碳时由于钢瓶中二氧化碳不足，充不进样品杯内，使样品干燥不完全而造成损伤。

　　4.夏天使用方便 在使用液体二氧化碳时，若室温超过临界温度，液体二氧化碳难以从钢瓶进入样品室，而固体二氧化碳则不受室温高低的影响，即无论多热的天气也能放进足够量。

　　5.不污染样品 使用液体时，往往由于钢瓶内有铁锈粉末充进样品杯而污染样品，而固体二氧化碳则无此种污染。

　　固体二氧化碳临界点干燥法除使用专门装置外，也可用任何一种液体临界点干燥器，不过由于液体临界点干燥器的样品室较小，操作起来不大方便。固体二氧化碳临界点干燥法的样品处理{固定、脱水等)与液体二氧化碳临界干燥法相同，所不同的是在于干燥时的具体操作。其操作步骤是：先将干冰用加热器切成样品杯容积大小的圆柱体(也可敲成碎块或粉末)，放于样品笼的顶部，盖好样品杯盖，然后加热到15℃，使干冰熔化成液体二氧化碳，这时干燥器内的压力上升，再加热到40C，使液体二氧化碳逐渐气化，压力继续上升达到临界值，几分钟后即可排气(温度不变)。当气体全部排出，压力回到零后，即取出样品，装台镀膜观察。

　　冰冻干燥法

　　冰冻干燥是将经冰冻的样品置于高真空中通过升华，除去样品中的水分或脱水剂的过程。冰冻干燥的基础是冰(或固态溶剂)从样品中升华，也就是使水分从固态直接转化为气态，不经过中间的液态,不存在气相和液相之间的表面张力对样品的作用，因此，能较好地避免或减少了在干燥过程中对样品的损伤。冰冻干燥方法有两种，即含水样品直接冰冻干燥和样品脱水后从有机溶剂中冰冻干燥。

　　含水样品直接冰冻干燥法:

　　此法相对于临界点干燥有其明显优点，即能直接使含水样品冰冻干燥，不需要用有机溶剂脱水和置换，避免了无极性溶剂对样品成份的抽提作用，因此，不会使样品收缩和膜结构或表面物质产生穿蚀。如用此法干燥植物叶的样品，叶面角质层能保持自然状态，从而得到好的实验样品。

　　含水样品冰冻干燥的步骤如下：

　　1.取材固定，按常规方法进行。

　　2.冰冻保护剂渗透 将样品置于10%～20%的二甲基亚砜(DWSO)水溶液或15%～40%的甘油水溶液，或氯仿中浸泡数小时。

　　3.骤冷 将经保护剂处理过的样品迅速投入到用液氮预冷到一150℃的氟利昂12或氟利昂22冷冻剂中，使样品中的水分在片刻间冻结。

　　4.升华干燥 将已骤冷冻结的样品移到冰冻干燥器内已预冷的样台上(保持一70C以下),抽真空(真空度为10～10-1Pa)，经几小时或数天后，样品即达到干燥;

　　5.装台镀膜 先将冰冻干燥器的样品台加热至室温，然后将干燥器放气，取出样品迅速装台粘样，送入镀膜仪中镀膜。

　　但是这种方法也有其不足之处，就是干燥时间太长，如单层细胞也要几小时才能达到干燥，而几毫米厚的组织块可能要持续干燥一至数天，同时要判断是否干燥也较为困难，冰冻过程中会形成冰晶，使细胞成份因受冰晶挤压而产生移位和变形，造成人为的网状结构。因此必须采取一些防止这一不良情况产生的措施，以使样品的损伤减少到可以忽略的程度。

　　为了防止冰晶的形成，可采用以下办法：①用骤冷剂提高冰冻速度。常用的骤冷剂有氟利昂12和氟利昂22;此外，液态一固态氮的半凝固状混合物的温度可低至-210℃，因此可作为骤冷剂;②用冷冻保护剂如二甲基亚砜、甘油、明胶或氯仿处理样品，能抑制水分子集合成冰晶和限制冰晶的大小，以保护样品免受冰晶的损伤，尤其以氯仿处理的效果为好，因为氯仿易于挥发，不留在样品表面而影响观察。此外，透射电镜冰冻制样技术中的冷冻方法，也适用于扫描电镜。

　　样品脱水后的冰冻干燥:

　　这种方法是用乙醇或丙酮脱水后过渡到某些易挥发的有机溶剂如乙醚、氯仿、氟利昂113等中，然后连同这些溶剂一起冰冻并在真空中升华(直接用于脱水的乙醇作为冰冻干燥剂也有效)而达到样品干燥的;这种方法相对于前一种方法有下列优点;即有机溶剂在冰冻时形成非晶体固态，不像水那样结冰时膨胀，因此不会产生冰晶对样品的损伤。有机溶剂能以比水快得多的速度从固态中升华，因此，干燥时间比上一方法短得多，不需要专用的冰冻干燥装置，只用普通的真空干燥器加一块金属块作样品台即可。但此法也有不足之处，就是有机溶剂对样品成份有抽提作用，易造成部分内含物丢失。

　　此法的操作程序与前法基本相同，只是无需用冷冻保护剂处理而已。现将几种方法介绍如下：

　　氟利昂TF冷冻干燥法：

　　1.固定脱水按常规方法进行。

　　2.置换 按图中所示的比例配好氟利昂TF和酒精混合液，并通过这些混合液将样品逐步引入100%氟利昂TF。

　　3.冷冻 把样品浸入液氮中冷冻。

　　4.干燥 将样品放在预先冷却的铝座上，再移入真空喷镀仪中抽真空(约1Pa)，经0～20min后即完全干燥。90min后铝座变为室温，即取出样品、装台、镀膜观察。

　　乙腈(acetonitrile)真空干燥法：

　　这是一种利用乙腈在急速蒸发时会冷却固化这一性质，将样品干燥的很独特的方法。其操作步骤如下：

　　1.固定、水洗按常规方法进行。

　　2.脱水 使用上升的系列乙腈(50%～100%)脱水各20min。

　　3.渗透 在容量约Iml的铝制容器中装满乙腈，并投入样品。

　　4.升华 把容器放入真空喷镀仪中抽真空，此时由于乙腈急速蒸发而使容器急剧冷却，其中乙腈也变成冰状固体。然后继续抽真空，使乙腈升华，约经30min，样品即达干燥。

　　5.待容器回升到室温后，即可取出样品装台镀膜进行观察。

　　据田中敬一报道此法干燥的效果与临界点干燥没有什么不同。

　　茨烯干燥法

　　莰烯是一种樟脑类无色结晶体，能溶于醚、环乙烷、环己烯和氯仿中，室温下呈固体状，能在较低的温度下升华，从固态直接变成气态，表面张力小，故经它干燥的样品较松软，变形小，操作也较简便。

　　莰烯干燥法是由Warrens.Buk于1971年提出的，其操作步骤如下：

　　1.取新鲜材料迅速投入0.1mol/L磷酸缓冲液中漂洗，然后投入5%的戊二醛(用磷酸缓冲液配制的pH7.4)中固定1h。

　　2.转至加有5.4%蔗糖的0.1mol/L磷酸缓冲液中，在冷冻温度下过夜。

　　3.用l%的四氧化锇(磷酸缓冲液配制)溶液中固定2h。

　　4.用磷酸缓冲液或双蒸水漂洗2～3次，每次、15min。

　　5.用30%，50%，70%，90%，95%和100%丙酮脱水，每级15min。

　　6.用100%的苯脱酯。

　　7.在1：1苯与环氧丙烷中浸泡15min，再转至纯环氧丙烷中，在45℃下经20min后，转入预先在水浴箱中加温成液体的莰烯中浸透，取出样品装台。

　　8.放入真空干燥器中，在室温下抽真空1h左右，使莰烯直接从固体中升华，然后镀膜。

　　样品的装台粘胶

　　将样品装固在样品台上，最好采用导电胶。常用的导电胶有两种：一种是银粉导电胶，这是一种将很细的银粉拌在低电阻树脂液内制成的胶水，使用较为方便，这种树脂的绝缘电阻低，干后的电阻率仅为0.02Ω/mm，并可以被溶剂溶解还原,也有其它产品的银粉导电胶。另一种是将石墨粉拌在低电阻树脂液内的碳导电胶，它价格低廉，效果也很好。

　　对不镀膜而直接观察的样品，必须用导电胶来粘固，对于要镀膜的样品，则可以用其他胶水(如万能胶、乳胶等)来代替，微细的样品(如粉末、纤维)也可用双面胶纸来粘贴。

　　样品底面面积较小的样品(如圆形)，装台粘胶时，不能像图10-3(a)那样，胶水仅涂样品与样品台接触的那一小部分，这样不仅样品不易装固，而且镀膜时产生死角，金属膜层与样品台不相接，导性电能差，易产生充电现象，从而影响观察和拍照。因此，应多涂点胶，像图10-3(b)那样，这样就能保证镀层在最薄的情况下也能与样品台形成连续的导电膜，同时也使样品粘得牢;样品粘好后应待胶水层内外都干透后才进行镀膜和观察，否则会影响镀膜效果和污染电镜镜筒，尤其是光栏。

　　对于大块的多角形的厚样品，装台时，胶水也应涂成斜面。对纤维类样品，可以像牙刷那样穿在钻有孔的样品台上，齐根处涂以胶水加固(观察横切面时)或平粘于样品台上，两端用胶水固定(观察纤维表面时)。

　　对于微粒、粉末类样品粘胶时应尽量避免成团，以利于寻找典型图样和提高镀膜效果，对于此类样品，可制成稀的悬浮液，然后滴在样品台上，或在样品台上粘上双面胶纸后，用牙签缠上棉花蘸取粉末样品，再用吹气球将样品轻轻吹落在样品台上，效果也较好。

　　总之不论是那类样品，都应达到粘胶牢固，便于镀膜和图像背景美观清晰的要求。

　　样品的表面导电处理

　　生物样品和其他非金属样品的表面电阻率很高，在电镜观察时，往往容易发生荷电现象。另外，生物样品都是由低原子序数的碳、氢、氧、氮等元素组成，二次电子的发射率很低，信号弱，难以获得必要的图像反差。因此，为了消除或减少以上不良现象的产生，生物样品和非导电的样品在扫描电镜观察前，均需进行表面导电处理。扫描电镀样品的表面导电处理方法，主要有金属镀膜和组织导电处理两种。

　　金属镀膜法

　　金属镀膜法是采用特殊装置将电阻率小的金属，如金、铂、钯、银及碳等蒸发后覆盖在样品表面的方法。样品镀以金属膜(或碳膜)后，不仅能为入射电子提供通路，消除电荷积累的荷电现象，而且能提高二次电子发射率，增加倍噪比，提高图像反差，以便能获得细节丰富和分辩率高的图像。其次，样品经镀膜后，还能提高样品表面的机械强度，增强耐受电子束轰击能力，避免起泡、龟裂、穿孔、分解和漂移等不良现象的产生：此外，通过镀膜能把扫描电镜的信息来源限定于样品表面，即防止来自组织内部的信息参与成像。

　　为了取得上述效果，所镀的金属膜应符合以下要求：

　　金属膜尽可能保持均匀的厚度，

　　膜本身没有结构，或者是微细到难以看出的程度。

　　膜要薄，不会掩盖样品表面原来的细微结构。

　　二次电子发射率好。

　　膜本身不因电子轰击而发生变化，在大气中保存样品不易变性(即化学稳定性好)。

　　根据上述要求，多采用金、钯、铂和金一钯、铂一钯及铂碳等材料并且应用真空镀膜及离子溅射方法镀膜等方法进行。现分别介绍如下：

　　真空镀膜法: 真空镀膜法是利用真空镀膜仪进行的。其原理是在高真空状态下(10-3Pa)，使某些金属物质加热到熔点以上时，蒸发成极细小的颗粒喷射到样品上，由于金属的沉积使样品表面形成一层薄金属膜。

　　真空镀膜法所得的膜，金属颗粒较粗，膜不够均匀，操作较复杂并且费时，因此目前已经较少使用。真空蒸发仪主要用于制造碳膜、碳复型膜和金属投影。

　　离子溅射镀膜法: 在低真空中进行辉光放电时，由于离子冲击，阴极金属物质有飞溅现象称为溅射。利用离子溅射仪对样品进行金属镀膜的方法，称为溅射镀膜法。图10一4就是这种镀膜法的原理示意图。这种装置很简单，主要由真空部分(真空泵)和溅射部分(真空罩)组成，在真空罩内装有阴极和阳极，阴极对着阳极的一面装有用于溅射用的金属靶(黄金靶、铂靶、白金靶或钯靶等)，样品放在阳极的样品座上面。当真空罩内的真空度抽到10～1Pa时，在阴极与阳极之间加上1000～3000V的直流电压，两极之间产生弧光放电的电场。在电场的作用下，罩内残余的气体分子被电离为正离子和电子，正离子被阴极吸引轰击金属靶，激发出金属颗粒和电子，并被阳极吸引附着在样品表面而形成金属导电膜。

　　离子溅射与真空镀膜比较，它具有以下优点：

　　粒子细，岛状结构少，约只有同一厚度的真空镀膜的1/5～1/10，膜层均匀。

　　对于凹凸不平较大的样品，也能形成很好的金属膜。

　　在膜的平均厚度一样时，溅射镀膜比真空镀膜的二次电子获得量大得多，故溅射镀膜的厚度可薄一些，所以能节省贵重金属用量。

　　所需真空度低，操作较容易，故节省时间。

　　溅射镀膜也有其不足之处，即：

　　溅射镀膜时，电子束和离子的冲击是不可避免的，因此软组织样品易受损伤。

　　虽不受辐射热影响，但放电电流增多时，样品有时会发热变形。

　　为使溅射取得满意的效果，操作时应注意以下几点：

　　样品要充分干燥，否则，金属颗粒不但不能附着，反而会引起样品损伤，特别是能放出有机气体的样品，有机气体会因放电而分解，使样品引起碳化污染。

　　加高压时辉光放电的颜色应为蓝色或紫蓝色，若是红色，应立即停止加高压，继续抽气。

　　不同金属靶应按表10-2所列条件进行操作。

　　加高压后，若真空度下降幅度较大，应立即停止镀膜，待充分抽气后再继续镀膜。

　　组织导电法

　　组织导电法是利用某些金属盐溶液对生物体中的蛋白质、脂肪类及淀粉等成分的结合作用，使样品表面离子化或产生导电性能好的金属化合物，从而提高样品耐受电子束轰击的能力和导电率。这种方法近年来国内外均有不少报道。

　　此法的基本处理过程，是将经过固定洗净的样品，用特殊的试剂处理后即可观察，具体程序见图10-5所示。此法由于不经过金属镀膜，所以不仅能节省时间，而且可以提高分辨率(可达20场?)，同时还可对样品进行边观察边解剖;组织导电处理还具有坚韧组织，加强固定效果的作用。经透射电镜观察表明，用组织导电法处理样品，不会产生细胞的收缩或损伤，细胞器保存完整。

　　用于组织导电的处理液应具备下列条件：

　　能对组织起染色作用;

　　组织结构保存完好;

　　不会污染样品;

　　不掩盖微细结构;

　　导电性良好：

　　二次电子发射量多，亮度大，反差强。

　　现将几种处理方法介绍如下：

　　碘化钾导电染色法: 碘化钾20g+碘0.2g+双蒸水lOOml+2.5%戊二醛10ml+葡萄糖0.2g。

　　此液性能缓和、纯净，不产生沉淀物和碎屑，可长期保存，使用方便，易于清洗。处理时间可由几分钟至几小时(视样品大小而定)。

　　碘化钾一醋酸铅导电法:

　　(A)碘化钾 20g

　　碘 0.2g

　　蒸馏水 l00ml

　　(B)氢氧化钾 4.08

　　醋酸铅 1.28

　　蒸馏水加至 l00ml

　　用时再稀释(1份母液+3份蒸馏水)，值得注意的是：由于醋酸铅与空气接触易产生沉淀，故用前应经过滤。其处理操作流程见图10-11所示。

　　单宁酸导电法: 单宁酸也称鞣酸，它能使蛋白质(包括许多络合物)沉淀，但氨基酸不沉淀。

　　此液的处理程序见图10-6所示。如经过2%四氧化饿固定(4℃)后，用2%～4%单宁酸加8%戊二醛处理1～4h(4'C)，再用2%四氧化锇处理2～4h，不仅反差好，而且分辨率高。

　　用于组织导电的处理液还有硝酸银导电液，重铬酸钾导电液及硫卡巴(Thiocarbohgdragide)导电液等，这里不再叙述了。为取得较好效果，在进行组织导电液处理时，应注意以下事项。

　　处理后的样品，必须充分洗净，否则析出的结晶与样品反应，在电子束的轰击下分解而污染镜筒。

　　经导电液处理的样品，可保存于70%～80%的酒精或1:1的酒精甘油中，但时间不要超过几小时。

　　要用优良的导电胶粘贴样品，并要在半干湿状态下装台，避免自然干燥而变形。

　　组织导电方法主要是提高表面导电率，延缓电子充电速度和提高二次电子发射率，并能消除电子的充电效应，但不能将二次电子的发射率提高到像金属那样大，所以应抓紧时间观察，倍率也不宜放得太大。

　　组织导电不能完全解决样品的收缩变形问题，故应将几种方法结合起来使用，以便相互补偿。

　　对于外壳极薄，内含流体比例很大以及鳞翅目一类的昆虫(有腊质和脂类的表面)的样品，用组织导电处理时，效果很差，甚至不起作用，故不宜采用此法。

　　放电防止液处理法 有人把用于防止毛毯和衣服放电的放电防止液处理样品，也取得一定的导电效果。这种试剂的成份尚不清楚，但它是用表面活性剂和铵盐以及烷基苯磺酸配制成的混合液。其处理方法是在样品脱水过程的最后阶段用这混合液浸泡10～6Omin，再进行临界点干燥，即可装台观察。

　　温性化学法 这是根据Goldman和leit试用的方法，样品用醛类固定，经氨银处理后再用洗相定影液处理，由于有还原的银而赋予可导电性。但有人认为，这种处理会发生人为假像，故应用实例很少。

　　X射线微区分析的生物样品制备

　　扫描电镜除了应用二次电子像研究样品表面形貌的主要用途外，另一个主要用途是应用特征X射线对样品进行微区成份分析。生物样品的X射线微区分析，是为了检测和测量生物基质中的元素在细胞、微粒甚至生物大分子的分布情况。其中，按其难易程度可分为定性分析和定量分析两类。定性分析的目的是断定细胞和组织某微区内是否存在某个特定的元素;定量分析的主要目的是尽量精确地得到给定组织某微区内所含特定元素的量。目前普通用的检测器探测生物组织中元素的最小量可达10-19g，其空间分辨率可达20～30nm。这种技术对生物学的研究是具有重大意义的。

　　由于二次电子像给出样品的形貌信息，而X射线微区分析给出样品的成份分析信息，因此，两者的样品制备是有差别的。二次电子像的样品制备着重保存其表面形貌而不顾及细胞可溶性成份的损失;X射线微区分析的样品制备技术必须既适当地保存结构细节，又保持待分析的元素组成在原位不变，同时具有较好的导热和导电性能。然而，要完全达到上述要求是十分困难的。因为生物样品是三维的、含水的、不稳定的绝缘体，主要是由浸在低浓度离子和电解质中的有机分子和大分子组成。其各元素的结合程度差别很大，从含硫的蛋白质中稳定的共价键到胞液中可以自由扩散的钾离子。尤其是活的生物材料是在不断地运动(包括明显的胞质运动以及胞内离子、电解质、分子和大分子间的相对运动)，而且也总在变化(包括新陈代谢和细胞机能结构的破坏和重建)。由于这些不稳定性，要进行X射线显微分析,就必须找到能瞬时阻止细胞活动的方法。研究表明，用常规的扫描电镜组织处理方法是不行的，因其处理过程，几乎所有的元素都会不同程度地丢失和重新分布，其丢失又很不均匀。例如：钾大量地丢失，但磷的丢失量却因组织间隙而异。同时在制备过程还会引入其他元素进入组织内。

　　因此，用干X射线微区分析的生物样品，应该满足以下要求：

　　样品的正常结构应能完好地保存;

　　必须了解样品中损失或者获得的物质的化学成份及其数量;

　　必须知道样品中元素的重新分布和位移;

　　样品制备所用的化学药品不应掩盖被分析的元素。

　　完全满足上述要求是困难的，只能设法尽可能地接近。由于生物材料的类型各式各样，如有块状样品、微生物、分离细胞和细胞器样品、纤维样品、液体样品和切片样品等，各种类型材料制备方法有所不同，而且要求检验的种类、分析的精度、仪器的类型等不同，样品制备方法也有所不同，我们不一一作介绍。切片样品(包括厚度为0.2～2.Oμm的厚切片和厚度为2OOnm以下的薄切片)具有既能从扫描透射像中获得较好的结构信息，又能获得较高的X射线空间分辩率，因此为最常用的方法，下面我们作简单的介绍。

　　室温制备方法

　　制备切片样品方法的步骤与通常超薄切片法的步骤相似，也经过取样、清洗、固定、脱水、包埋、切片和染色等步骤。然而，由于对样品的要求两者有较大差异，在每个步骤的做法和要求也就不大相同。下面我们简单讨论一下;

　　取样和清洗

　　一般情况下，应尽快地从实验的机体上得到所需的组织切块。缺氧、受力和死后变化，不单对结构有重大的影响，而且对局部元素的浓度改变也有明显的影响。此外，还必须尽快地、认真地除去诸如血、粘液或胞外液等污染液，因为它们可能渗入样品中，产生虚假的X射线信号。清洗方法与二次电子像样品制备技术清洗方法相同。

　　固定

　　由Yorm，Holbrook等人的研究表明：所有的固定方法，对组织中的元素自然分布都有一些影响。冷冻生物学技术对于组织里的电解质浓度影响最小，而湿的化学方法的影响最严重。所有的固定剂对未结合的元素和结合的元素都存在有害影响。常用的有机醛类会使细胞中的可溶性物质大量损失，如果要使用醛类作固定剂，则事先要加入碳酸钡贮存，可能的话，最好使用新蒸馏液。如果用四氧化锇或高锰酸钾作后固定液，将会加重可溶性元素的损失，如果必须要固定组织的话，那么应注意以下几个问题：

　　1.固定的时间尽可能短;

　　2.最好使用蒸气固定，如用四氧化锇或甲醛蒸汽固定。它比通常的浸泡法固定，可减少可溶性元素再分布的影响，但蒸汽固定的浸透深度有限，仅是样品表面很浅的部分能获得成功，故只适用于极小块的组织。

　　3.缓冲液最好使用有机缓冲液，如碳酸缓冲液或醋酸佛罗那(Veronal acetate)缓冲液，而不要使用无机缓冲液，如二甲胂酸盐缓冲液等。因为后者存在诸如砷元素等进入细胞的危险。

　　4.固定的一个关键问题是：固定剂不应使被分析的元素造成损失、重新分布或干扰X射线的分析。所以，最好在每次固定前后对固定液进行检查，以测定其影响。

　　脱水

　　细胞和组织经过化学固定后，再经化学脱水，无疑会增加其中扩散物质的损失。乙醇、丙酮作脱水剂的影响，虽然未作严格的对比研究，但是似乎其差别不大.都是不太理想的脱水剂。对用于X射线微区成份分析的理想脱水剂尚未找到。改善的办法有：

　　用二甲氧基丙烷作脱水剂，Thorpe和Harvey用植物材料作试验.对比二甲氧基丙烷与丙酮脱水影响，二甲氧基丙烷对离子Na+、K+、Cl-的保存，有明显的改善。

　　把经固定的材料在一系列浓度递增的聚乙烯醇溶液(polyvinyl alcohol. Mw 1400)进行渗透.直到最终浓度为20%，于是水依靠渗析作用被除去，最后得到与戊二醛交联的硬凝胶。

　　包埋

　　为了切片.经过固定和脱水的生物组织需用树脂渗透和包埋.这会给X射线的分析带来影响;由：由于渗透，样品的质量增加.树脂将会稀释细胞的成份;树脂会抽提元素并使其重新分布;包埋过程必然会给被分析的组织增加元素。如某些环氧树脂含硫量相当高，而以环氧丙烷为基的环氧树脂含少量的氯。甚至使用含氯量极低的ERL-4206树脂(即Spurr树脂)，含量为0.73%，但在需要精确研究氯时，仍发现会干扰分析。因此，最好在样品包埋前将全部需用的包埋药品进行元素分析。

　　切片

　　虽然尚未看出切片对分析结果的影响，但一些因素仍须予以考虑：刀在切割样品时会逐渐磨损，应考虑在切片过程中刀刃材料消失到什么地方去了。金刚刀是纯碳制成的极硬，一般不大会对样品造成大污染，但玻璃刀含有硼、硅、钾以及其它微量元素，必须给予注意。另外，切片时使用的液槽及其槽液，必须十分注意保持清洁。最后，如果要求树脂切片展平，不要使用氯仿蒸汽，因为它很容易被树脂切片吸收，从而引起大量的氯污染。

　　染色和镀膜

　　染色过程与固定过程对成份分析的影响是相似的，都存在可溶性元素损失和引入重元素的危险，这些重元素的X射线会掩盖或干扰被分析的元素。因此，关于固定的讨论也适合于染色的过程。最好是不要进行染色。如果样品图像反差太弱无法识别，尽可能先用其他办法解决，实在非染色不可时，必须十分小心。

　　为了防止样品局部过热和防止电荷局部积累，通常在切片上喷镀上一薄的导电层。如果切片与支持铜网接触良好，而又进行能量分散X射线微区分析(EDX)，由于照射样品时间较短，可以不进行镀膜处理。如果进行波长分散x射线微区分析(WDX)，由于需要较强屯子束流和较长计数时间，则必须进行镀膜处理，其镀膜方法与前述相同。

　　低温制备方法

　　利用低温技术处理样品时，上述在室温制样过程中出现的许多问题都会大大减少。冷冻生物技术在生物样品的X射线分析研究中越来越重要，它大概是人们可望分析可溶性离子和元素的唯一途径。冷冻固定完全是个物理过程，能够显著地提高某些软生物组织的机械强度，水从液体转变为固体，抑制了生理过程，而且最大限度地减少可溶性物质的移动，因此，它大概是在接近自然状态下保存生物组织的唯一方法。此外，样品在低温下分析，还具有另一些优点：污染速率明显降低;样品在电子束下损伤较少。所以，这是一种较理想的方法，它与与冷冻超薄切片技术大致相同，主要区别是一个着重考虑结构，另一个着重考虑元素分析。下面就这些区别作简单讨论。

　　固定：对样品做任何形式的化学固定都能引起膜的渗透性发生显著变化，从而引起元素的重新分布，因此，最好不作任何化学固定。如果为了保持结构而必须固定时，最好是进行对照研究，一半样品经过固定，用于形态学研究，另一半不经固定，用于微区分析。

　　包埋: 为了便于进行切片，需将样品放在溶于生理亲合液的惰性物质中包埋，当样品被冷却时，包埋剂又可增加样品的机械强度，有利于切片。通常包埋剂有：琼脂、牛血清蛋白、右旋糖酐、聚乙烯吡咯烷酮(PVP)和浓度为10%～30%的羟乙基淀粉(HES)等。

　　冷冻保护: 在冷冻过程中，即使是极小的组织块，实际上或多或少总会产生冰晶损伤的，使用冷冻保护剂渗透样品，可大大减少冰晶损伤。研究表明：常用的穿透性冷冻保护剂如甘油和二甲基亚砜，虽然可以减小冰晶尺寸，能较好地保存结构，但却会给细胞带来严重的生理损伤，而且这些物质挥发性低，如果使用冷冻干燥技术，则难以将其去掉，因此，不适用于X射线分析。聚乙烯吡咯烷酮(PVP)和羟乙基淀粉(HES)能明显地减少细胞中冰晶损伤，较好地保存结构，同时对组织的生理机能造成的干扰最小，而且它们又是较好的包埋剂，有利于切片，因此，是较好的冷冻保护剂。

　　冷冻方法: 冷冻方法与冷冻技术一章讨论的基本相同，稍要注意的是：大部分生物材料进行X射线微区分析时，最好使用液氮，液态一氟二氯甲烷(84k)或含有8%甲基环乙烷的异戊烷(100k)冷却样品。如果进行含氯元素X射线分析，最好不要用碳氟化合物，否则微量卤族元素会留在冷冻样品中，影响分析结果。此外，组织冷冻一旦完成，应立即放入液氮中贮存或尽量保持低温以防止冰的再结晶。冷冻过程同样会引起可溶性元素的位移，但程度较轻。因为细胞内结冰的过程需要有一定的时间，这过程会有水的液相与固相共存的状态，此时，液体中电解质浓度显著增加，使膜的两侧附近的电化学梯度发生变化，因而反过来又造成某些离子的重新分布。

　　切片: 切片必须在低温下进行，以确保切片过程中不出现瞬间解冻以及重结晶的现象。切片可有两种方法：其一是在冷冻含水状态下进行制备以及其后的分析，它适合于胞外液的原位分析，厚切片常用此法，它要求所用的电镜或X射线分析仪必须备有冷冻台。另外，此法存在不少技术难点：在观测时，样品大量脱水，这会引起测量误差，尤其困难的是要确保样品在整个制备和观测过程中均处于冷冻、含水而又不受污染的状态。

　　另一种方法是：在冷冻干燥状态下进行制备以及其后分析。薄切片常用这种方法。具体可这样进行：先把组织块冷冻干燥，然后用树脂渗透、聚合，最后切片。也可以切片后再进行冷冻干燥，样品冷冻干燥需在专门的冷冻干燥仪中进行。冷冻干燥仪种类很多，但基本组成相同：

　　1.有一干燥室，包括一个冷冻台，保持足够低的温度，同以防止冰晶的生长或再生，有充气装置，以让干燥氮气进入干燥室;

　　2.有一个真空系统，以保持干燥室的压力在10-100mPa之间，这通常用扩散泵和机械泵来达到;

　　3.有一个水蒸汽吸附阱，使固体界面附近有很高的水蒸汽梯度，以提高干燥速度，最好的办法是装一个液氮冷阱，用以吸附水蒸汽。冷阱的温度比样品温度低摄氏20℃以上，它与样品距离应少于残余水蒸气分子的平均自由程。另外也可以利用诸如五氧化二磷或硅胶等化学干燥剂，但效果就不如液氮冷阱好。

　　干燥速度与样品温度、尺寸和形状、样品中结合水与游离水的相对量以及干燥室内的真空度都有关。选择什么温度进行干燥，是个有争议的问题。采用较低的温度，再结晶的危险减少，但干燥时间都大为增加，采用较高的温度，水分去除得较快，但却增加了再结晶的危险，同时会有溶质机体"塌陷"的危险。对于大多数样品，可在样品温度为190K和压力1～2mPa下开始干燥，冷凝器保持在77K，干燥后24～48h内，使温度逐渐回升到室温。如果采用先切片后干燥的办法，可把薄切片暴露在缓慢流动的干冷氮气中，氮气压力为大气压，温度为200K到170K之间，通常在1小时内干燥即可完成。

　　冷冻干燥过程会影响观察结果。冷冻干燥总会伴随一定程度的皱缩，但比临介点干燥引起的皱缩要小得多。此外，冷冻干燥过程由于支持机体的水分升华，先前溶解的成份必然在组织内重新分布，但由于溶质已与干燥的细胞基体交织在一起，其重新分布仅限于较短的距离。

　　许多学者的研究使人确信，对冷冻干燥样品进行定量X射线微区分析能够获得生理学上很有意义的数据。