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慢病毒应用于在体注射

参考报价: 面议 型号: 慢病毒应用于在体注射
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AI问答
可以做哪些实验,检测什么? 可以用哪些耗材和试剂?

慢病毒应用于在体注射——不同系统

由于更能模拟人类的生理和病理条件,所以在科研上,动物实验获得的结果,比体外实验更具有说服力。在某个通路或某种疾病的研究中,通常会人为地将外源基因用病毒载体注入动物组织,检测其对其他基因和通路、组织器官、动物行为等的影响。但这类动物实验条件的摸索和优化,是一个难点。如何选择注射的部位、选择何种病毒、注射多少体积、以及注射后什么时间去检测等实验条件都需要摸索。慢病毒因其可以稳定表达的特性,常用于体内外实验。以下我们将展示慢病毒应用于不同系统注射时的注射参数,以便为您提供参考。

慢病毒在不同系统中的注射参数

1.   神经系统


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2.   心血管系统

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3.   肝脏

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4.    肺

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5. 肾

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以上代表文献均来自权威杂志,其他文献为同一注射部位的其他参考文献,由于篇幅限制,不详细列举,若感兴趣可扫描相应二维码下载查阅。
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慢病毒注射实验步骤
慢病毒的注射方法主要可以分为系统性注射和原位注射两种方法,下面分别简要介绍。

系统性注射——尾静脉注射
1. 首先提取小鼠尾巴,将其放在鼠笼盖或手背上,并进行适当安抚。
2. 然后将小鼠装入固定器中,盖紧盖子,并使其尾巴朝外露出。
3. 用酒精棉球擦拭小鼠尾巴,使其血管扩张( 或利用热水、浴霸加热)。
4. 将鼠尾拉直,使其红色静脉清晰可见。
5. 距鼠尾尖1/3 处进针,若进针畅通无阻,则说明针头在血管内。
6. 检查针管内有无回血,如有回血,则可以注射药物。
7. 用棉球按压注射点1min 左右止血。
8. 最后,将小鼠从固定器上取下,放回笼中。

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系统性注射——腹腔注射
1. 首先从笼中提取小鼠尾巴,并将其放在手背上,进行适当安抚。
2. 然后左手握小鼠,用拇指、食指捏住小鼠颈背部,用无名指及小指固定其尾和后肢,腹部向上,头呈低位。
3. 右手持注射器,插入小鼠腹部,注射部位为下腹部离腹白线约0.5cm 处,使针头与小鼠腹部约成30°角刺入腹腔,针头刺入的速度要快,刚开始刺时会有一种明显的抵抗力,那是因为鼠皮具有韧性,后来突然会有一种抵抗力消失的感觉,说明针头已刺入腹腔内,此时回抽没有回血,说明针头没有进入脏器,就可以进行注射。(注意:针头刺入腹腔不宜超过1cm,进针动作要轻柔,防止刺伤腹部器官。)
4. 注射完病毒后,缓缓拔出针头,并轻微旋转针头,防止漏液。
5. 最后,将小鼠重新放回笼中,继续饲养观察。
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原位注射——脑立体定位注射

第一部分:实验前准备
1. 首先麻醉小鼠。
2. 然后从饲养笼中取出小鼠。5-10min 后,麻醉剂起效。
3. 待小鼠麻醉后,用剃毛器将小鼠头部毛发剔除干净。

第二部分:固定小鼠
1. 将麻醉剔毛后的小鼠固定到立体定位仪上。
2. 固定时,先将小鼠门齿卡在适配器门齿夹上,轻轻压上门齿夹横杆,调整适配器高度和前后,使耳杆可以方便进入小鼠外耳道。
3. 左手托起小鼠头部,将左侧耳杆插入小鼠耳道,调节左右侧耳杆使动物头部保持在U 型开口的中心位置,先锁紧固定一侧耳杆,后旋紧另一侧耳杆,使动物头部不能晃动,同时旋紧门齿夹螺丝。
4. 检查是否固定成功:鼻对正中,头部不动,提尾不掉,目测大脑放置水平。
5. 用脱毛膏或者剃刀将需要手术部位的毛发去除。
6. 然后用手术刀划开小鼠头部皮肤,去除颅骨表面结缔组织,暴露前后囟。
7. 根据脑图谱,确定待注射脑区的位置参数,包含离Bregma 和Lambda点的距离以及核团深度。
8. 以Bregma 为0 点,按照预先确定好的坐标移动颅骨钻,打开合适大小的骨窗(窗口尽量小但是又不妨碍实验)。小心地用颅骨钻在注射位点处轻磨颅骨,将颅骨慢慢打薄,当颅骨出现裂缝的时候,用医用注射器的针头小心挑破,防止损伤,如果在此过程中有出血,可以用很小的医药棉球拉成长条形将血吸走,钻孔时一定要控制好,否则很容易在钻通颅骨后一不小心钻头进入脑组织,造成损伤。

第三部分: 注射病毒
1. 用PBS 冲洗微量注射器3-5 次。
2. 先吸取1μl 空气,再吸取1μl 稀释好的病毒( 方便病毒充分注射进脑),在空气中测试注射器是否通畅;
3. 将微量注射泵,微量注射器组装好,置于钻好的孔上方,针尖与颅骨平行(Z=0),微调注射器位置使之与之前钻孔时位置相同。
4. 根据定好的深度将注射针缓慢下降。

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原位注射方式多样,由于篇幅限制,其他注射方式不详细列举。请扫描二维码登录吉凯基因网上商城干货区详细了解,更有动物实验操作视频等。

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