人外血淋巴细胞玻片制备程序详解
(1)标本采集。用肝素润湿的针筒采骨髓/外周血2-4ml，培养按步骤(2)操作，不培养按步骤(3)操作。（进行FISH实验一般采用肝素抗凝）
(2)培养法：混匀后注入两瓶含5ml培养液的标本瓶中，每瓶0.3～0.5ml；每瓶中加入PHA0.2ml，孵箱中培养24-72小时，每日早晚各摇匀一次；阻断中期分裂相，与终止培养前2-4小时加入秋水仙素，终浓度为0.1μg/ml。
(3)不培养：提取有核细胞（淋巴细胞分离液或去除红细胞，或按照常规方法）（如实验不需要染色体分裂相，可选用不培养法，步骤较简单；如果实验需要在染色体分裂相上进行，可选用培养法）
(4)收获细胞。PBS洗，1200rpm，离心10分钟。重复步骤（4）。（在离心后,吸去上清液时,请注意上清中是否有油滴存在,如有,应尽量吸去油滴）
(5)低渗。吸去上清液，加入6～8ml预热至37℃的0.075mol/lKCl溶液，吹打悬浮细胞，37℃水浴温育20分钟，期间吹打2－3次。（低渗液是指渗透压和离子强度均低于正常细胞生理条件的溶液，例如水、低渗的柠檬酸钠或氯化钠、氯化钾等。低渗效果取决于低渗液的化学组成、低渗的温度和处理时间。低渗处理是凭借反渗透作用使细胞膨胀染色体铺展。该步骤的目的是使细胞尽量膨胀，理想状态是胞膜胀破得到裸露的细胞核）
(6)预固定。直接于细胞低渗混合液中缓慢加入2ml固定液，混匀。
(7)1200rpm，离心10分钟。
(8)固定。去上清，加入6～8ml固定液，混匀。静置10分钟
(9)1200rpm，离心10分钟。
(10)重复步骤(8)和(9)。（细胞在低渗处理后处于较脆弱的状态，固定的目的是让细胞保持在这一状态）
(11)细胞悬液的制备和保存。去上清，根据细胞量加适量固定液，制成浓度合适的细胞悬液。混匀后滴片。此细胞悬液置-20℃冰箱中可保存1个月。在此期间可随时取出，离心去上清加入新鲜固定液，制片供FISH检测之用。（新鲜的标本容易得到好的杂交信号，建议使用新鲜标本。）
（12）制片。用吸管将细胞悬液轻轻吹打混匀后吸取少量，滴至干净的载玻片上，自然晾干。剩余标本置于-20℃冰箱备用。（根据明场显微镜下观察确定合适的细胞密度）
（13）老化玻片。室温放置过夜或56℃烤片至少30分钟。玻片放入玻片盒中，室温干燥保存。建议不要将制好的片子放置太久，否则会影响信号的质量。通常情况下，片子老化后马上进行检测。（玻片老化时间或温度不足会导致实验操作中出现严重细胞脱落现象）
