原生质体的收集、纯化与活力测定介绍
经酶解处理后，得到的混合物是一个由原生质体、细胞团与细胞碎片等组成的混合液，只有将杂质和酶液去掉，使原生质体纯化，才能进行培养。
（1）收集：原生质体混合液用滤网（40-100 µm）去掉没有降解的细胞及组织，收集滤液。
（2）洗涤：将网下物低速离心，去掉上清液,再加无酶液的CPW液悬起原生质体，再离心，弃上清，重复几次即可。
（3）纯化：采用上浮法和下沉法两种纯化方法。上浮法是将酶解的原生质体与蔗糖溶液（23%左右）混合，下沉法是先将原生质体与13%的甘露醇混合，然后加到23%的蔗糖溶液顶部，形成一个界面。两种方法中，均在100×g 下离心5-10分钟，会在蔗糖溶液顶部形成一条原生质体带。用吸管将带轻轻地吸出来，用培养基悬浮离心，然后稀释到104-105个/ml，用于培养。
（4）活力测定：原生质体培养前通常要进行活力检查，以便知道其状态是否正常。测定原生质体活力的方法主要有观察胞质环流（Cytoplasmic streaming）、测定呼吸强度和FDA染色，其中最常用的是FDA法。FDA是荧光素双醋酸酯（Fluorescein diacetate，FDA），常用丙酮配置成2 mg/ml 溶液，在冰箱（4°C）中保存。FDA本身没有极性，无荧光，可以穿过细胞膜自由出入细胞，在细胞中不能积累。在活细胞中，FDA经酯酶分解为荧光素，后者为具有荧光的极性物质，不能自由出入细胞膜，从而在细胞中积累。在紫外光照射下，发出绿色荧光。相反如果是死细胞，则不会发出绿色荧光。
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